전기영동 (electrophoresis)

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전기영동 (electrophoresis)에 대한 보고서 자료입니다.

목차

1. 개요

2. 전기영동 이론

3. 전기영동의 주요 형태 및 분류

(1) 아가로오스 겔 전기영동

(2) 폴리아크릴아마이드 겔 전기영동

(3) SDS-PAGE (SDS-폴리아크릴아마이드 겔 전기영동)

(4) 간헐 전기장(pulsed field) 겔 전기영동

(5) 면역체 전기영동 (immunoelectrophoresis)

(6) 자유용액(free solution)에서의 전기영동

4.등속 전기영동 (아이소타코포레시스[isotachophoresis])

5.등전점 전기영동 ( isoelectric focusing, IEF )

6. 전기영동 관련 기타사항

본문내용

ree flow zone electrophoresis), 모세관 전기영동(capillary electrophoresis) 등이 있다.
이동 경계면 전기영동은 U자형 튜브의 완충용액 안에서 수행되며, 전기영동을 마친 후에는 굴절률(refractive index)의 변화로 시료가 어디에 있는지 검출할 수 있다. 장치는 다음과 같다.
그림 13. 이동 경계면 전기영동 장치
그림 14. 연속 자유흐름식 존 전기영동
연속 자유흐름식 존 전기영동은 수직적 상태에서 이루어지며, 세포기관과 세포막 또는 전체 세포의 확인, 정제 그리고 분리까지 해결되는 편리한 방법이다(그림 12-14). 또한 이 전기영동의 장점은 아주 작은 차이를 가진 시료조차도 분리가 가능하기 때문에 매우 효과적이고 연속적으로 행하여 질 수 있으므로 많은 양도 분리할 수가 있다.
모세관 전기영동은 아주 가느다란 관, 즉 모세관에서 수행되는 방법이다. 실리카로 된 모세관은 길이가 약 20～30 cm이고 지름(두께)은 약 50～100 ㎛정도가 된다. 전기영동을 수행하는 시간은 10～20 분이다. 주의해야 할 사항은 관내의 구성성분의 흡착과 전기 삼투압 효과(electroosmotic effect)가 생길 수 있기 때문에 그것을 방지하기 위하여 내부에 폴리아크릴아마이드나 메틸셀룰로스로 코팅을 해주어야 한다. 이 전기영동은 상대적인 이동성이나 분자량으로 분리한다. 장점은 자동화가 가능하다는 것과 다른 분석장치에 연결하여 같이 사용할 수 있다는 것이며, 검출방법은 UV를 통한 방법으로 260 nm(DNA)나 280 nm(단백질)에서 하고 모세관에서 직접하고 싶다면 185 nm에서 관찰하면 된다.
그림 15. 모세관 전기영동 장치
(7) 기타 전기영동
일반적으로 겔 전기영동이 더 많이 사용되지만 다당류나 지질 다당류 같이 고분자량을 가지는 것들의 분석에서는 종이 및 얇은 막 전기영동을 더 많이 사용한다. 왜냐하면, 이런 분자들은 겔의 구멍(pore)을 막을 수 있기 때문에 구멍 크기가 큰 종이를 사용하는 것이 좋다. 그리고 셀룰로오스 아세테이트 막 전기영동은 셀룰로오스 아세테이트 막이 종이처럼 큰 구멍 크기를 가지기 때문에 걸럼 효과(sieving effect)가 거의 없다. 이것의 단점은 분리되는 부분이 넓으며, 해상능이 낮다는 것이고 장점은 다루기 쉽고, 분리와 염색이 빠르다는 것이다.
4.. 등속 전기영동 (아이소타코포레시스[isotachophoresis])
Isotachophoresis(ITP)는 존 전기영동과는 달리 두 개의 다른 전해질 시스템을 가지는 것이 가장 큰 차이점이다(그림 16). 전해액에는 선도 전해액과 마감 전해액으로 구분된다. 만약 음이온 시료들을 분리하려고 한다면 선도 전해액은 양극실쪽에 채워져야 하며 전해액의 어떤 이온도 시료 음이온들 보다 전기 이동도가 커야 한다. 음극실의 경우 마감 전해액으로 채워지며 시료의 어떤 음이온들 보다 전기 이동도가 작아야 한다. 시료들을 선도 전해액과 마감 전해액의 경계에 loading을 한 뒤 전기장을 걸어주게 되면 전체 전기장의 세기는 일정하게 되며, 시료들 중 이동도가 큰 것은 앞으로 먼저 나가게 된다. 하지만 선도 전해액은 앞지르지 못하고 반면 가장 늦게 이동하는 이온 또한 마감 전해액에 대해서 추월당하지 않게 된다. 이로서 모든 시료 이온들은 선도 전해액과 마감 전해액내에 갇히게 된다. 이후 시료의 혼합띠 내에서 분리가 계속되어 어느 정도 시간이 지나면 연속적인 띠를 형성하게 된다. 이 단계가 지나게 되면 계에는 더 이상의 변화가 없게 되는 정상상태에 도달하게 된다. 즉 모든 시료들이 같은 속도를 가지고서 진행하는 등속 영동 분리계를 이루게 되는 것이다.
그림 16. 전기영동적 분리방법의 비교
5. 등전점 전기영동 ( isoelectric focusing, IEF )
단백질 전기영동 방법 중 가장 최근에 발전한 방법으로 단백질을 분리, 정제하는데 있어서 가장 효과적이고 일반적인 방법이다. 전기영동과 IEF의 차이점은 전기영동은 단백질의 크기와 일정한 pH에서의 전체 전하에 의해 결정되는 이동속도에 따라 단백질을 분리하지만 IEF는 단백질의 등전점(isoelectric point = pI ; net charge가 0일 때의 pH값)을 이용하여 단백질을 분리한다는 점이다. IEF는 pH 차이에서 이루어진다. 단백질, 효소, 펩티드는 pH 차가 존재하는 겔 상에서 그들의 전체전하가 0이 되는 위치까지 음극이나 양극 쪽으로 이동한다. 이 지점에서는 더 이상 전하를 갖지 않으므로 전기장에 영향을 받지 않고 위치한다. IEF에 사용되는 pH 차는 양쪽성 자유 운반자(free carrier ampholytes)를 이용하여 형성한다. 처음에 양쪽성 운반자를 넣은 겔은 균일한 pH 값을 갖는다. 그러나 양쪽성 운반자는 거의 모두 전하를 갖고 있으므로 전기장에서 (+) 전하를 가진 양쪽성 운반자는 음극쪽으로, (-) 전하를 띤 양쪽성 운반자는 양극쪽으로 이동하여 pH 차를 만든다. 이러한 양쪽성 운반자는 pI 값에서 높은 완충용량과 용해도, 그리고 균일한 전도율을 갖으며, 생물학적 효과가 없고 낮은 분자량이라는 등의 특징을 갖고 있다. 이러한 IEF는 2 차원 전기영동의 일차원(first dimensional) 전기영동에도 이용된다.
그림 17. Isoelectric focusig에 의하여 분리된 두 단백질 혼합물 (1 과 2)
(A) 일반적 실험체계; (B) 고해상력 실험체계
4. 전기영동 관련 기타사항
전기영동에 사용되는 몇 가지 화학물질은 몸에 몹시 좋지 않으므로 사용에 주의하여야한다. 아크릴아마이드는 신경계에 유해하므로 취급에 주의하여야 한다. 하지만 폴리아크릴아마이드 겔은 중합화 반응에서 빠진 단량체가 남아 있지 않으면 위험하지 않다. 또한 DNA와 RNA를 염색하는데 주로 사용되는 EtBr (Ethidium Bromide)은 돌연변이원 (mutagen)이면서 발암물질(carcinogen)이므로 사용시 항상 비닐장갑을 착용하기를 권한다. 또한 전기영동 장치는 고압의 전기를 발생시키는 경우가 많으므로 항상 감전의 위험을 배제하도록 주의를 기울여야 한다.

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